药理学实验一 动物捉拿、给药、捆绑、麻醉及取血方法

一、药理常用实验动物及选择

1. 实验动物（experimental animal）

实验动物是生命科学研究最重要的和不可替代的实验材料。实验动物和动物实验是研究包括人类在内的生命活动及其疾病防治规律的基本手段。

（一）实验动物的种类

蟾蜍

蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿等实验。

小鼠（Mouse)

小鼠被广泛的用于生物学、医学、兽医学、生理学、遗传学、药理、毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教学。

大鼠（rat)

大鼠应用于生理学、药理学、免疫学，内分泌学、神经生理、营养学、传染病、肿瘤和肝外科等的研究。

豚鼠（Guinea pig )

常用于免疫学、微生物学、传染病学、听觉生理、实验性坏血症等研究。

家兔(Rabbit )

常用于免疫学、肿瘤、实验生理学、生殖生理、遗传性疾病等的方面的研究，制造生物制品。

猫的神经系统和循环系统较发达，与人很相似。常用于神经、循环和呼吸方面的实验。

狗常用于基础医学、药理、毒理学、实验外科学、行为学、肿瘤学等方面研究

猪常应用于皮肤烧伤、肿瘤学、免疫学、心血管及糖尿病、遗传性和营养性疾病、移植、外科手术等方面的研究。

猴子

猴子主要用于传染病学、药理学和毒理学、生殖生理、口腔医学）营养、代谢、行为学和高级神经活动研究及老年病、器官移植、眼科、内分泌病和畸胎学、肿瘤学。

二、实验动物编号标记方法

动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。

　常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。

　　（一）颜料涂染

这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有3-5%苦味酸溶（黄），2%硝酸银（咖啡色）溶液和0.5%中性品红（红色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从上到下。一般把涂在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2号，左后腿为3号，头顶部计为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿计为9号。若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个倍数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假使把红的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠，其余类推。

（二）烙印法

　　用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。

　　（三）号牌法

　　用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。

　　对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。

三、常用实验动物捉拿及固定方法

蟾蜍

小鼠

右手抓住小白鼠的尾巴将鼠提起，放置于鼠笼边缘或其他易于攀抓处，轻轻向后拉鼠尾。趁其不备，用左手拇指和示指(食指)捏住其两耳及头部皮肤，使腹部朝上，屈曲左手中指使鼠背在上面，然后以环指(无名指)及小指压住鼠尾，使小白鼠完全固定。

大鼠、豚鼠、家兔

大鼠：以左手或持夹子抓住鼠尾，左手戴防护手套或用厚布盖住鼠身作防护，握住其整个身体，并固定其头骨，防止被咬伤，注意不要握力过大，勿捏其颈部以免窒息致死，根据实验需要可指定于大鼠固定笼内或用绳绑其四肢，固定于大鼠手术台上。

豚鼠：以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢挟在豚鼠头与右手拇指和食指之间，整个抓住颈胸部（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作。

家兔：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，以另一手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。固定：将兔作仰卧位，一手仍抓住颈部皮肤，另一手顺其腹部抚摸至膝关节，压住关节。另一人用绳带捆绑四肢，使兔腹部向上，固定在兔手术台上。头部则用兔头固定夹固定。 

四、常用实验动物的性别辨认

1、大白鼠和小白鼠

两性的区别要点有三：①雄性可见阴囊，站位时阴囊内睾丸下垂，热天更为明显；②雄鼠的尿道口与肛门距离较远，两者间有毛，雌鼠的阴道口与肛门比较靠近，界线不清，两者间无毛相连；③成熟雌鼠的腹部可见乳头。豚鼠的性别辨认与大鼠基本相似。

2、家兔

  雄兔可见阴囊，两侧各有一个睾丸；用拇指和食指按压生殖器部位，雄兔可露出阴茎；雌兔的腹部可见5对乳头。

3、狗和猫等大动物外生殖器官发育显著，性别容易辨认。

五、常用实验动物的给药途径和方法

 给药是药理实验的基本操作技术，必须熟练掌握。给药方式：

（1）体外给药：在离体实验中，将药品直接准确地加入试管或离体器官浴槽中。

（2）体内给药：长用的给药途径包括：灌胃（ig）、静脉注射（iv）、肌肉注射（im）、皮下注射（sc）、腹腔注射（ip）及静脉滴注（ivgtt）。

注射器的使用：注射器有50ml、30ml、20ml、10ml、5ml、2ml、1ml、0.25ml等规格，注射用针头有7号、6号、5号及4号等规格，实验时应选择合适的规格。

安装针头前应检查注射器是否损坏或抽动困难，针头是否有尖或尖弯，安装针头要紧密，以免脱落或进气。针头斜面要与注射器刻度在同一平面，以便于使用。

1、小鼠给药方法

（1）灌胃（ig）：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。灌胃容量一般为0.1～0.2ml/10g，不超过0.5ml/只。

（2）皮下注射（sc）：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。另一人注射药物。注射部位在背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。注射量不超过0.5ml/只。

（3）肌肉注射（im）：因小鼠肌肉少，很少作肌肉注射给药，必要时可注射于股部肌肉或后腿肌肉。0.02～0.05ml/10g（每腿），小鼠一侧给药量不超过0.1ml。可由两人合作。一人左手抓住小鼠的头部皮肤，右手拉住鼠尾。另一人持注射器（选用4或5号针头），将针刺入后肢外侧肌肉。如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部，小指、无名指和掌部抓住小鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药。

（4）腹腔注射（ip）：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2～3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为0.1～0.25ml/只。 

（5）尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。注射容量不超过0.5ml/只。 

2、大鼠给药方法

大白鼠灌胃、腹腔注射、静脉注射均可一人操作，基本方法与小鼠相似。灌胃：1～2ml/100g；皮下注射：0.2ml/100g，最大剂量1ml/只；肌肉注射：一般每侧0.15ml，最大剂量0.4ml/只；尾静脉注射：0.5～1ml/100g，最大剂量4ml/只。还可将大鼠腹股沟切开，从股静脉注射药物，也可从外颈静脉插管给药（麻醉后）。

3、家兔给药方法

（1）灌胃：两人合作，一人固定兔身(或用固定器将兔固定)，另一人用兔开口器将兔口张开，并把兔舌压在开口器的下边，取合适的导尿管涂以水或液体石蜡，从开口器中央孔插入，沿上腭后壁慢慢送人食管约15 cm左右即可进入胃中。此时，将导尿管的一端放入水内，如水中不见气泡出现，兔亦不发生呼吸困难和挣扎，则说明导管已插入胃中，否则说明导尿管误人气管，应立即抽出重插。待确定导尿管已在胃内，可接上注射器，将药液慢慢推人，并再推人少量空气，使管内药液完全’进入胃中，然后将导尿管抽出。灌胃量一般为10ml/kg，不超过20 mL／kg(体重)。

（2）耳静脉注射：两人合作，一人固定兔身及兔头，一人将兔耳后缘之毛拔去，显露耳缘静脉，用手指轻弹耳壳，使血管扩张。助手左手指压住耳缘静脉根部，待血管明显充血后，将抽好药液的注射器从静脉近耳尖处插入血管。针头刺入血管以后，以左手拇指和食指将针头与兔耳固定，不让针头滑动。放开耳根静脉手指压力，即可注放药液，若针头确实在血管内，则推药通畅无阻力，并见血液被药液冲走，如沆入皮下则耳壳肿胀、推注不顺，需拔出重新注射。注射守毕，用手指按在针眼上，然后将针尖抽出，并继续用手指或加棉球轻轻按压2—3分钟，以防出血，注射量0.5～2.5ml/kg。

（3）皮下注射、肌内注射、腹腔注射  部位同小白鼠。注射量：皮下或肌内注射0.5～l mL／kg(体重)；腹腔注射1～10 mL／kg(体重)。

4、豚鼠给药方法

豚鼠腹腔注射可二人操作，一人固定，将动物置于仰卧位，另一人注射。雄性豚鼠可作阳茎背静脉注射给药。

5、狗给药方法

静脉注射法：常用的注射部位是后肢小隐静脉，该血管从后肢外踝后侧走向外上侧，也可用前肢静脉，在脚爪上方背侧正前位，静注时先局部剪毛，一人用手抓紧腿使血液回流受阻，此时可看出血管走向。另一人随即将药液注入静脉。

六、常用实验动物的麻醉方法

在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。

1．常用麻醉剂的种类及用法 麻醉剂可分为局部麻醉剂和全身麻醉剂两种。局部麻醉剂常用0.5—1.0% 盐酸普鲁卡因或2%盐酸可卡因作皮肤或粘膜表面麻醉。在生理实验中，多采用全身麻醉剂，如挥发性的乙醚、氟烷和非挥发性的巴比妥类、氨基甲酸乙酯等，以下分别加以介绍。

2．麻醉剂的给药途径及方法 非挥发性麻醉剂的给药途径为注射给药法，主要有静脉、腹腔、肌肉、皮下和淋巴囊注射。

（1）静脉注射 常用静脉注射麻醉狗、兔。在狗，最常用于注射和采血的静脉为前肢内侧的头静脉和后肢小腿外侧的小隐静脉。静脉注射兔的常用部位为耳缘静脉。兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。注射。

（2）腹腔注射 常用腹腔注射麻醉猫和鼠类，狗、兔、鸽、蛙类也可采用。在进行猫的腹腔注射时，要紧紧抓住颈后皮肤皱襞，迅速将注射针头刺入腹腔，注射完毕后立即退出针头。猫是易发怒动物，牙、爪均可伤人，为安全计，最好将猫放入布制口袋内，封口后进行注射，其方法并不难掌握。在腹腔注射鼠类时，也需注意安全。对小白鼠可采用手持法进行注射，即用左手小指和第四指将鼠尾夹住，迅速用其它三指抓住鼠耳及颈部皮肤，将腹部朝上，右手将注射针头刺入下腹部腹白线稍外侧处，注射针与皮肤面呈45°夹角，若针尖通过腹肌后抵抗消失，应保持针头不动，轻轻注入麻醉剂。腹腔注射应防止把针头刺入肠、肝、膀胱等内脏器官，因此针头刺入后须轻轻回抽，如无肠内容物、尿液或血液被抽出，表明针头未刺入内脏。

（4）皮下注射 在注射麻醉中并不常用。小白鼠的皮下注射通常在背部皮下，可将皮肤拉起，注射针刺入皮下。将针头轻轻向左右摇摆，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，可以手指轻捏注射部位，以防药液外漏。对大白鼠、豚鼠、兔、猫等可选用背部、大腿内侧或臀部等皮下脂肪较少的部位进行皮下注射。鸽通常选用翼下部位注射。

（5）淋巴囊注射 麻醉蛙或蟾蜍时常用淋巴囊注射。由于蛙类皮肤较薄，弹性较差，抽针后药液易自注射处外流，故采用胸部淋巴囊注射为宜。方法是将针头刺入口腔粘膜，通过下颌肌层入皮下淋巴后囊再行注射。一只动物一次可注射0.25—0.1ml升溶液。

七、常用实验动物的采血方法

由于实验动物不同，实验需要和采血数量有别，所选用的采血方法也不相同。这里仅介绍几种实验动物的常用采血技术。

1．兔和豚鼠

（1）心脏采血 将兔或豚鼠背位固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒和酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处作穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处刺入兔的第三肋间隙；在豚鼠，则刺入第4-6肋间隙。穿刺时，最好用左手触诊心脏，以作配合。当针头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。这时需将针头再向里穿刺，便可进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进入注射器。如认为针头已进入心脏，但抽不出血液，可把针头稍微退出或进入一点。心脏采血经6-7天后，可以重复进行。采血量：在兔一次可取血液20-25ml，在豚鼠可取6-7ml血液。

（2）兔耳中央动脉采血 将兔置于兔固定箱内，用酒精棉球擦揉兔耳片刻，使其充血。在兔耳中央有一条纵行、较粗、颜色鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿动脉平行地向心方向刺入动脉，轻轻抽动针筒，即可见血液进入注射器。一次可采血约15ml（采血后应注意止血）。采血一般使用6号针头，不可太细。需加注意的是，兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此，采血前必须使兔耳充血。当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即进行抽血，时间过长，动脉会发生较长时间的收缩，采血难以进行。

         此外，兔和豚鼠还可采用股静脉、颈静脉、股动脉、颈总动脉采血，一般需行动、静脉分离术，而后采取。

2．小白鼠和大白鼠

（1）颈静脉或颈动脉采血 将鼠麻醉后背位固定于手术台上，剪去一侧颈部外侧的被毛，作常规颈静脉或颈动脉分离术。用注射器针头沿血管平行方向刺入，抽取所需血量。此法采血量：体重20g小白鼠可采血0.6ml左右；体重300g大白鼠可采血8ml左右。同法也可选用股动脉或股静脉采血。

（2）尾静脉采血 将鼠放入固定筒内，露出鼠尾。用手揉擦或用温水（45—50℃）加温鼠尾，也可用二甲苯等涂擦鼠尾，使尾静脉充血。用剪刀剪断尾尖（小白鼠1—2mm，大白鼠约5—10mm）后，即可流出血液。如血流不畅，可用手轻轻从尾根部向尾尖部挤压数次，可取到数滴血液。

         如实验需要间隔一段时间而多次采血时，每次采血可将鼠尾剪去很小一段。采血后，用棉球压迫止血，并立即用6% 液体火棉胶涂于尾部伤口处，使之结一层火棉胶薄膜，以保护伤口。

3．狗和猫 狗、猫的采血可用前、后肢皮下静脉。

其基本方法与静脉注射法相同。需加注意的是抽血时速度要慢，以防针口吸着血管壁。此法一般可抽取10—20ml血液。此外，还可采用颈静脉、颈动脉、股动脉取血，基本方法见颈部手术和股部手术。如实验需要抽取大量血液，可用心脏采血法，其方法与兔的心脏采血略同。

4．鸽、鸡和鸭

（1）翼根静脉采血 鸽和鸡常采用翼根静脉采血法。采血时，可将翼部展开，露出腋窝部，将羽毛拔去，即可见到明显的翼根静脉。由助手将动物固定，用碘酒、酒精消毒皮肤。用左手拇指、食指压迫此静脉的近心端，使血管怒张。右手持连有5号半针头的注射器，由翼根部向翅方向沿静脉平行刺入血管，即可抽取血液。

（2）翼下肱静脉采血 鸭可从翼下肱静脉采血。采血时，将鸭背位固定于手术台上，剪去翼下靠躯干的羽毛，残留的绒羽可用手拔去。在靠近躯干部的翼下可见到皮下有一条深蓝色的肱静脉，便可用注射器由此处采血。

八、常用实验动物的处死方法

当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。安乐死是指实验动物在没有痛苦感觉的情况下死去。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类与研究的课题。

一、蛙 类    常用金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓的方法处死。 

二、大鼠和小鼠

    1. 颈椎脱臼法：右手抓住鼠尾用力向后拉,同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头。将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。

    2. 断头法：用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，鼠立即死亡。

    3. 击打法：右手抓住鼠尾,提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死去。或用木锤用力击打鼠头部也可致死。

    4. 急性大出血法：可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。

    5. 药物致死法：吸入一定量的一氧化碳、乙醚、氯仿等均可使动物致死。

三、狗、兔、豚鼠

    1. 空气栓塞法：向动物静脉内注入一定量的空气,使之发生栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进到肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔、猫等静脉内注入20～40ml空气即可致死。每条狗由前肢或后肢皮下静脉注入80～150ml空气，可很快致死。

    2. 急性失血法：先使动物轻度麻醉，如狗可按每公斤体重静脉注射硫喷妥钠20～30mg，动物即很快入睡。暴露股三角区，用锋利的杀狗刀在股三角区作一个约10厘米的横切口，把股动、静脉全切断，立即喷出血液。用一块湿纱布不断擦去股动脉切口周围处的血液和血凝块,同时不断的用自来水冲洗流血,使股动脉切口保持畅通，动物在3～5分钟内即可致死。采用此种方法，动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种较好的方法。